Tetraploidia em Rhamdia quelen (Quoy e Gaimard, 1824) por choque térmico duplo (quente e frio)

Autores

  • Silvano GARCIA Programa de Pós-Graduação em Aquicultura, Centro de Ciências Agrárias, Departamento de Aquicultura, Universidade Federal de Santa Catarina / Campo Experimental de Piscicultura de Camboriú, Empresa de Pesquisa Agropecuária e Extensão Rural de Santa Catarina
  • Hilton AMARAL JÚNIOR Campo Experimental de Piscicultura de Camboriú, Empresa de Pesquisa Agropecuária e Extensão Rural de Santa Catarina
  • George Shigueki YASUY Laboratório de Teriogenologia FZEA-USP Pirassununga
  • Fernanda LIEBL Campo Experimental de Piscicultura de Camboriú, Empresa de Pesquisa Agropecuária e Extensão Rural de Santa Catarina
  • Luís Ivan Martinhão SOUTO Instituto Federal Catarinense
  • Evoy ZANIBONI-FILHO Programa de Pós-Graduação em Aquicultura, Centro de Ciências Agrárias, Departamento de Aquicultura, Universidade Federal de Santa Catarina

DOI:

https://doi.org/10.20950/1678-2305.2017v43n2p257

Palavras-chave:

jundiá, tetraploide, choque de temperatura, poliploidia

Resumo

Avaliou-se a eficiência do choque térmico duplo para induzir tetraploidia em jundiá Rhamdia quelen em diferentes tempos pós-fertilização. Vinte mililitros de ovos (10, 15, 20, 25, 30 e 35 mpf í  minutos pós-fertilização) foram tratados com choque térmico quente (39 ± 0,2°C) durante 3 min, seguido de choque térmico frio (1,0 ± 0,1°C) durante 30 min. Um grupo controle foi utilizado. As taxas de fertilização e de eclosão foram medidas 12 hpf (horas pós-fertilização) e 30 hpf respectivamente. Decorridas 60 hpf, 25 larvas de cada unidade experimental foram fixadas para verificação da ploidia, por citometria de fluxo. A taxas de fertilização foram de 87,83% para o controle e de 23,4%; 28,5%; 30,4%; 20,0%; 30,3% e 36,7%, para os grupos tratados com choque térmico aos 10, 15, 20, 25, 30 e 35 mpf respectivamente. Encontraram-se tetraploides apenas nos grupos de ovos tratados aos 15 mpf e 20 mpf. Este é o primeiro trabalho de indução de tetraploidia em jundiá por choques térmicos quente e frio, o qual possibilitou o aperfeiçoamento dessa técnica.

Referências

AGNESE, J.F.; BERRESI, P.; LEVEQUE, C.;GUEGAN, J.F. 1990 Two lineages, 2n and 4n, demonstrated in African species Barbus (Osteichthyes, Cyprinidae): on the coding of differential gene expression. Aquatic Living Resources, 3(4): 305í 311.

ALMEIDA, R.B.C. 2007 Astyanax altiparanae (Pisces, Characiformes) como modelo biológico
de espécie de peixe para exploração zootécnica e biomanipulação. Botucatu. 119f. (Tese de
Doutorado. Universidade Estadual Paulista í UNESP).

AMARAL-JUNIOR, H. 2007 Manual de reprodução de peixes de água doce com cultivo comercial na
região Sul do Brasil. Florianópolis: Epagri,BoletimTécnico 136, 53p.

ARAI, K. 1991 Genetic improvement of aquaculture finfish species by chromosome manipulation
techniques in Japan. Aquaculture, 197(1-4): 205-228.

ÁVILA, M.C. 2004 Indução í­Â  tetraploidia em tilápia nilótica Oreochromis niloticus, utilizando-se choque térmico. Jaboticabal: Mauricio Carrillo Ávila. 59p.

BALDISSEROTTO, B.; RADí­Å“NZ-NETO, J. 2004 Criação de jundiá. Santa Maria: Universidade
Federal de Santa Maria. 232p.

BLANC, J.M.; CHOURROUT, D.; KRIEG, F. 1987 Evaluation of juvenile rainbow trout survival and growth in half-sib families from diploid and tetraploid sires. Aquaculture, 65(3-4): 215í  220.

CESAR, M.P.; MURGAS, L.D.S.; ARAí­Å¡JO, R.V.; DRUMMOND, C.D. 2004 Método para obtenção
de população monosexo na piscicultura. Lavras:Universidade Federal de Lavras, Boletim Agropecuário, 69, 27p.

CHERFAS, N.B.; GOMELSKY, B.I.; EMELYANOVA,O.V.; RECOUBRATSKY, A.V. 1994 Induced
diploid gynogenesis and polyploidy in the crucian carp Carassius auratus gibelio (Bloch)
x common carp Cyprinus carpio, L. Hybrids.Aquaculture Fish Management, 25(9): 943í  954.

CHOURROUT, D. 1987 Genetic manipulations in fish: review of methods, In: K. Tiews (Ed.).Selection, Hybridization and Genetic Engineering in Aquaculture, Schriften der BundesforschungsanstaltfürFischerei, Heenemann, Berlin p.111-126.

CHOURROUT, D.; CHECASSUS, B.; KRIEG, F.;HAPPE, A.; BURGER, G.; RENARD, P. 1986 Production of second generation triploid and tetraploid rainbow trout by mating tetraploid males and diploid females potential of tetraploid fish. Theriogenology Applicade Genetic, 72(2):193í  206.

DITER A.; QUILLET E.; CHOURROUT D. 1993 Suppression of first egg mitosis induced by heat
shocks in the rainbow trout. Journal Fish Biology, 42(5): 777í 86.

FANJUL; L.C.; TORO, M.A. 1991 Mejora genética depeces y moluscos. Madrid: Mundi Prensa. 110p.

FLAJSHANS M.; LINHART O.; KVASNICKA P. 1993 Genetic studies of tench (Tinca tinca L.): induced
triploidy and tetraploidy and first performance data. Aquaculture, 113(4): 301í 312.

FRACALOSSI, D.M.; MEYER, G.; SANTAMARIA, F.M.; WEINGARTNER, M.; ZANIBONI-FILHO,E. 2004 Desempenho do jundiá, Rhamdia quelen,e do dourado, Salminus brasiliensis, em viveiros de terra na região sul do Brasil. Acta Scientiarum Animal Sciences, 26(3): 43-49.

GARCIA, S.; AMARAL-JUNIOR, H.; SOUTO, L.I.M.;WARMILING, P.F.; BERNARDES JUNIOR,J.J. 2013 Cultivo mono sexo de jundiá Rhamdia quelen. In: S. Garcia & H. Amaral Junior (Eds.). O Jundiá Rhamdia quelen: Relatos de avanços no cultivo do peixe de água doce nativo mais promissor da
região sul do Brasil. Camboriú, EPAGRI, Gráfica Delta.p.32-41.

GOMES, L.C.; GOLOMBIESKI, J.I.; GOMES, A.R.C. 2000 Biologia do jundiá Rhamdia quelen (Teleostei,Pimelodidae). Ciência Rural, 30(1):179-185.

GUI, J.; SUN, J.; LIAN, G.S.; HUANG, W.; JIANG, Y. 1991 Studies on genome manipulation in fish:
II. Tetraploidy induced by hydrostatic pressure treatment and a combination of hydrostatic
pressure and cold treatments in transparent colored crucian carp. Acta Hydrobiolica Sinica,
15(4): 333í  342.

HONG, Y. 1990 Tetraploidy induced by heat shock in bighead carp, Aristichthys nobilis. Acta Zoologica Sinica, 36(1): 70í 75.

HORSTGEN-SCHWARK, G. 1993 Initiation of tetraploid breeding line development in rainbow trout, Oncorhynchus mykiss (Walbaum).Aquaculture Fish Management, 24(5): 641í  652.

HUERGO, G.M.; ZANIBONI-FILHO, E. 2006 Triploidy Induction in Jundiá (Rhamdia quelen,Quoy & Gaimard 1824) through hydrostatic pressure shock. Journal of Applied Aquaculture,18(4): 45-57.

KOBAYASHI, H. 1971 A cytological study on gynogenesis on triploid ginbuna (Carassius auratus langsdorfii). Acta Hydrobiolica Sinica,80(4), 316í 322.

KUSUNOKI, T.; ARAI, K.; SUZUKI, R. 1994 Production of viable gynogens without chromosome duplication in thespinous loach Cobitis biwae. Aquaculture, 119(1): 11í 23

LAMATSCH, D.K.; STEINLEIN, C.; SCHMID M.; SCHARTL, M. 2000 Non invasive determination
of genome size and ploidy level in fishes by flow cytometry: detection of triploid Poecilia formosa.
Cytometry, 39(2): 91-95.

LE COMBER, S.C.; SMITH, C. 2004 Polyploidy in fishes: patterns and processes. Biological Journal
of the Linnean Society, 82(4): 431-442.

LOZANO, R.; RUIZ, C.; RUIZ, M. 1987 Manipulación cromosómica en organismos acuáticos. p. 215-
246. In: Espinosa De Los Monteros, J. & Labarta,U. (Eds.). Genética en acuicultura. Madrid: Caycit.
274 p.

MALISON, J.A.; PROCARIONE, L.S.; HELD, J.A.,KAYES, T.B.; AMUNDSON, C.H. 1993 The influence of triploidy and heat and hydrostatic pressure shocks on the growth and reproductive development of juvenile yellow perch (Perca flavescens). Aquaculture, 116(2-3): 121-133.

MELO, D.C.; OLIVEIRA, D.A.A.; SOUSA, A.B.;CARVALHO, D.C.; SEERIG, A. S.; CREPALDI,D.V.; TEIXEIRA, E.A.; RIBEIRO, L.P.; FARIA, P.M.C. 2006 Manipulação cromossômica:aplicações práticas na aquacultura. Revista Brasileira de Reprodução Animal, 30(2): 105-112.

NAM, Y.K.; CHOI, G.C.; KIM D.S. 1999 Blocking of the first cleavage in mud loach (Misgurnus
mizolepis). Aquaculture, 12(3): 167í 73.

NAM, Y.K.; CHO, G.C.; KIM, D.S. 2004 An efficient method for blocking the 1st mitotic cleavage of
fish zygote using combined thermal treatment, exemplified by mud loach (Misgurnus mizolepis).
Theriogenology, 61(5): 933-945.

PANDEY, N.; LAKRA, W.S. 1997 Evidence of Female Heterogamety, B-Chromosome and Natural
Tetraploidy in the Asian catfish, Clarias batraclus,used in Aquaculture. Aquaculture, 149(1-2): 31-
37.

PANDIAN, T.J.; KOTEESWARAN, R. 1998 Ploidyinduction and sex control in fish. Hydrobiologia,
384(1): 167í  243

PIFERRER, F.; BEAUMONT, A.; FALGUIERE, J.C.2009 Polyploid fish and shellfish: Production,
biology and applications to aquaculture for performance improvement and genetic containment. Aquaculture, 293(3-4): 125-156.

PRESTON A.C.; TAYLOR J.F.; CRAIG B.,BOZZOLLA P.; PENMA N.D.J.; MIGAUD H. 2013 Optimisation of triploidy induction in brown trout (Salmo trutta L.). Aquaculture, 415-416: 160í 166.

RIZZO, E.; GODINHO, H.P.; SATO, Y. 2003 Shortterm storage of oocytes from the neotropical teleost fish Prochilodus marggravii. Theriogenology,60(6): 1059-1070.

RODRIGUES-GALDINO, A.M.; MAIOLINO C.V.;FORGATI M., DONATTI L.; MIKOS J.D.;CARNEIRO P.C. F.; SANT’ANNA F.R. 2009 Development of the neotropical catfish Rhamdia quelen (Siluriformes, Heptapteridae) incubated in different temperature regimes. Zygote, 18(2):131í 144.

SILVA, F.S.D.; MOREIRA, R.G.; OROZCO-ZAPATA,C.R.; HILSDORF, A.W.S. 2007 Triploidy induction by cold shock in the South American catfish, Rhamdia quelen (Siluriformes) (Quoy &Gaimard, 1824). Aquaculture, 272(Supplement 1): 110-114.

TABATA, Y.A.; RIGOLINO, M.G.; TSUKAMOTO,R.Y. 1999 Production of all female triploid rainbow-trout, Oncorhynchus mykiss (Pisces,Salmonidae). III í  Growth up to first sexual maturation. Boletim do Instituto de Pesca,25(único): 67-76.

TEBALDI, P.C.; AMARAL-JUNIOR, H. 2009 Production of tetraploid nile tilapia (Oreochromis
niloticus) by the application of thermal shock.Revista electrónica de Veterinaria, 10. Disponivel
em: <http://www.veterinaria.org/revistas/redvet/n101009/100908.pdf> Acesso em: 14 ago. 2014.

THORGAARD, G.; JAZWIN, M.E.; STIER, A.R. 1981 Polyploidy induced by heat shock in rainbow
trout. Transactions of the American Fisheries Society, 110(4), 546-550.

TURRA, E.M.; OLIVEIRA, D.A.A.; VALENTE, B.D.2012 Estimation of genetic parameters for body
weights of Nile tilapia Oreochromis niloticus using random regression models. Aquaculture,
354-355: 31-37.

VOZZI, P.A.; SANCHEZ, S; PERMINGEAT, E.D.2003 Inducción de triploidia em Rhamdia quelen.
Boletim do Instituto de Pesca, 29(1):87-94.

WEBER G.M.; HOSTUTTLER M.A. 2012 Factors affecting the first cleavage interval and effects of
parental generation on tetraploid production in rainbow trout (Oncorhynchus mykiss) Aquaculture,344-349: 231í 238.

WIRTZ, S.; STEINMANN P. 2006 Sperm characteristics in perch Perca fluviatilis. Journal of Fish Biology, 68(6): 1896-1902.

WOYNAROVICH, E.; HORVATH, L.A. 1983 A propagação artificial de peixes de águas tropicais:
Manual de extensão. Brasilia: FAO/CODEVASF/CNPq, Documento Técnico sobre Pesca 201.225p.

YAMAZAKI, F.; GOODIER, J. 1993 Cytogenetic effects of hydrostatic pressure treatment to
suppress the first cleavage of salmon embryos. Aquaculture, 110(1): 51í 59.

ZANIBONI-FILHO, E. 1992 Incubação, larvicultura e alevinagem do tambaqui (Colossoma macropomum Cuvier 1818). São Carlos. 202p. (Tese deDoutorado. Universidade Federal de São
Carlos).

ZAR, J.H. 2010 Biostatistical analysis. New Jersey: Prentice Hall. 944p.

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Publicado

2017-06-15

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Seção

Artigo cientí­fico

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